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合成脂質體類姜黃素納米粒子的自組裝——結論、致謝！
來源：上海謂載 瀏覽 2000 次 發布時間:2021-11-18
四、結論
核-殼納米顆粒（或粘土結構）的穩定自組裝形成，姜黃素位于核中，納米粘土位于電暈中。粒子的典型尺寸為150 nm，表面帶負電（zeta電位~25 mV）。通過zeta電位（如圖3所示）、自組裝系統的能量（如圖5（B）和6（B）所示）、20天內的恒定DLS計數率（如ESI?中的圖S3所示），確認顆粒（由0.05%納米粘土形成）的穩定性，以及20天后拍攝的SEM圖像的類似粒度分布（如ESI?中的圖S4所示）。組裝證明了疏水（核）和親水（殼）粒子與軟可調界面區共存。自組裝的主要原因是姜黃素納米顆粒之間的主要吸引力和納米粘土片提供的排斥力之間的復雜平衡。疏水區和親水區之間的界面區域在形成和穩定過程中起著關鍵作用。它充分平衡了排斥屏障與姜黃素納米顆粒中普遍存在的疏水吸引力（如圖5（A）和6（A）所示），這阻止了姜黃素納米顆粒的聚集并導致粘粒組裝的形成。一些粘土顆粒的自組裝被發現對納米粘土團的大小很敏感，因為它調節了系統中的排斥力。對于這些結構的穩定形成，存在一個臨界閾值大小的納米粘土團簇（L<80nm和s<100nm）。隨著粘土顆粒自組裝電位的增大，一些粘土顆粒的自組裝電位降低。簡言之，我們最終證明，即使在沒有任何表面活性劑的情況下，當相互作用力被調整以引起微妙的平衡時，在無機粘土血小板存在的情況下也可以形成脂質體樣結構或穩定的姜黃素納米粒。所形成的粘粒結構在生物物理學領域可能有不同的應用。粘土小體組件預計對系統的pH值敏感，因此它可能適用于將裝載在堆芯中的貨物運送到目標位置。
圖6足跡直徑對粘粒組件的影響。（A） 作為界面區域厚度函數的能量變化（L?60 nm，T?298 K，f?0.5，姜黃素納米顆粒半徑R?50 nm，疏水衰減長度x0?1 nm，界面張力?40 mN m-1）。（B） 粘粒–粘粒相互作用作為粒間分離D的函數，使用方程（5）計算。對于更大的封裝外形直徑，能量最小值變得更深，對于大于100 nm的s，能量最小值變得更有吸引力。
致謝
這項工作得到了尼赫魯大學授予NP的訪客獎學金的支持。NP和KR承認印度政府科學技術部的激勵教員獎。我們感謝Akanksha Sharma博士在該大學高級研究儀器設備的SEM測量方面提供的幫助。NP感謝Matthias Weiss教授的實驗室設施和有用的討論。
參考
1 Y. Gao, C. Berciu, Y. Kuang, J. Shi, D. Nicastro and B. Xu, ACS Nano, 2013, 7, 9055–9063.
2 G. Helgesen, E. Svasand and A. T. Skjeltorp, J. Phys.: Condens. Matter, 2008, 20, 204127, DOI: 10.1088/0953-8984/20/20/ 204127.
3 M. Grzelczak, J. Vermant, E. M. Furst and L. M. Liz-Mirzan, ACS Nano, 2010, 4, 3591–3605.
4 A. K. Boal, F. Ilhan, J. E. DeRouchey, T. Thurn-Albrecht, T. P. Russell and V. M. Rotello, Nature, 2000, 404, 746–748.
5 Y. Xia, T. D. Nguyen, M. Yang, B. Lee, A. Santos, P. Podsiadlo, Z. Tang, S. C. Glotzer and N. A. Kotov, Nat. Nanotechnol., 2011, 6, 580–587.
6 G. M. Whitesides and B. Grzybowski, Science, 2002, 295, 2418.
7 E. E. Meyer, K. J. Rosenberg and J. Israelachvili, PNAS, 2006, 103, 15739–15746.
8 N. I. Lebovka, Adv. Polym. Sci., 2014, 255, 57–96.
9 A. S. Iglesias, M. Grzelczak, T. Altantzis, B. Goris, J. PerezJuste, S. Bals, G. V. Tendeloo, G. V. Stephan, H. Donaldson Jr, B. F. Chmelka, J. N. Israelachvili and L. M. Liz-Marzan, ACS Nano, 2012, 12, 11059–11065.
10 A. Laouini, C. Jaafar-Maalej, I. Limayem-Blouza, S. Sfar, C. Charcosset and H. Fessi, J. Colloid Sci. Biotechnol., 2012, 1, 147–168.
11 T. M. Allena and P. R. Cullis, Adv. Drug Delivery Rev., 2013, 65, 36–48.
12 M. J. Ostro and P. R. Cullis, Am. J. Hosp. Pharm., 1989, 46, 1576–1587.
13 A. Samad, Y. Sultana and M. Aqil, Curr. Drug Delivery, 2007, 4, 297–305.
14 P. da Silva Malheiros, D. J. Daroit and A. Brandelli, Trends Food Sci. Technol., 2010, 21, 284–292.
15 Z. Nie, A. Petukhova and E. Kumacheva, Nat. Nanotechnol., 2010, 5, 15–25.
16 E. Busseron, Y. Ruff, E. Moulin and N. Giuseppone, Nanoscale, 2013, 5, 7098–7140.
17 M. Rad-Malekshahi, L. Lempsink, M. Amidi, W. E. Hennink and E. Mastrobattista, Bioconjugate Chem., 2016, 27, 3–18.
18 R. M. Gorgoll, T. Tsubota, K. Harano and E. Nakamura, J. Am. Chem. Soc., 2015, 137, 7568–7571.
19 W. Lewandowski, M. Fruhnert, J. Mieczkowski, C. Rockstuhl and E. G′orecka, Nat. Commun., 2015, DOI: 10.1038/ ncomms7590.
20 M. M. Yallapu, M. Jaggi and S. C. Chauhan, Curr. Pharm. Des., 2013, 19, 1994–2010.
21 Y. Manolova, V. Deneva, L. Antonov, E. Drakalska, D. Momekova and N. Lambov, Spectrochim. Acta, Part A, 2014, 132, 815–820.
22 P. Anand, A. B. Kunnumakkara, R. A. Newman and B. B. Aggarwal, Mol. Pharm., 2007, 4, 807.
23 H. Hatcher, R. Planalp, J. Cho, F. M. Torti and S. V. Torti, Cell. Mol. Life Sci., 2008, 65, 1631.
24 Y. Zhang, C. Yang, W. Wang, J. Liu, Q. Liu, F. Huang, L. Chu, H. Gao, C. Li, D. Kong, Q. Liu and J. Liu, Sci. Rep., 2016, 6, 1– 12.
25 X. Yang, Z. Li, N. Wang, L. Li, L. Song, T. He, L. Sun, Z. Wang, Q. Wu, N. Luo, C. Yi and C. Gong, Sci. Rep., 2015, 5, 1–15.
26 D. Wang, S. M. Veena, K. Stevenson, C. Tang, B. Ho, J. D. Suh, V. M. Duarte, K. F. Faull, K. Mehta, E. S. Srivastan and M. B. Wang, Clin. Cancer Res., 2008, 14, 6228–6236.
27 V. Gupta, A. Aseh, C. N. Rios, B. B. Aggarwal and A. B. Mathur, Int. J. Nanomed., 2009, 4, 115–122.
28 R. K. Das, N. Kasoju and U. Bora, Nanomedicine, 2010, 6, 153– 160.
29 S. Bisht, G. Feldmann, S. Soni, R. Ravi, C. Karikar, A. Maitra and A. Maitra, J. Nanobiotechnol., 2007, 5, 3–21.
30 Y. He, Y. Huang and Y. Cheng, Cryst. Growth Des., 2010, 3, 1021–1024.
31 Bhawana, R. K. Basniwal, H. S. Buttar, V. K. Jain and N. Jain, J. Agric. Food Chem., 2011, 59, 2056–2061.
32 N. Pawar and H. B. Bohidar, Colloids Surf., A, 2009, 333, 120– 125.
33 B. Ruzicka, E. Zaccarelli, L. Zulian, R. Angelini, M. Sztucki, A. Moussaid, T. Narayanan and F. Sciortino, Nat. Mater., 2011, 10, 56–60.
34 R. K. Pujala, Dispersion Stability, Microstructure and Phase Transition of Anisotropic Nanodiscs, Springer Thesis, 2014, DOI: 10.1007/978-3-319-04555-9.
35 A. Faghihne jad and H. Zeng, Langmuir, 2013, 29, 12443– 12451.